Menu
Institut de Biologie StructuraleGrenoble / France

Contacts relatifs à cet article / BOERI-ERBA Elisabetta

Présentation

SPECTROMETRIE DE MASSE NATIVE DE COMPLEXES PROTEIQUES

Responsable : Elisabetta Boeri Erba

Notre équipe s’intéresse à l’étude de complexes protéiques par spectrométrie de masse native (SM native). Cette technique spécifique de SM permet de préserver dans la phase gazeuse les interactions non covalentes entre les sous-unités protéiques dans les assemblages de protéines. Après différentes étapes d’analyse (Figure 1), on peut ainsi établir des cartes d’interactions 2D de complexes protéiques. La SM native représente un outil performant et adapté à l’étude de l’architecture de complexes protéiques de taille varié (de quelques dizaines de kDa jusqu’au MDa) lorsque des données à haute résolution structurelles ne sont pas disponibles. Elle vient compléter les méthodes existantes en biologie structurale, car elle nécessite des faibles quantités d’échantillon (de 5 à 10 μM d’un complexe protéique sont suffisants pour une analyse), tolère l’hétérogénéité dans la composition de sous-unités et ne nécessite pas de cristaux ni de symétrie dans la structure.

Fig 1. Un réseau d’interactions 2D de sous-unités au sein de complexes protéiques peut être générés par un processus multi-étapes en utilisant la spectrométrie de masse native (SM native).
Étape 1. Dans des conditions dénaturantes, les sous-unités d’un complexe sont séparées par chromatographie et leurs masses déterminées.
Étape 2. En utilisant des conditions de SM native optimisées pour préserver les interactions non-covalentes, la masse mesurée du complexe intacte révèle la stoechiométrie de sous-unités.
Étape 3. Une série de spectres SM en mode tandem indique quelles sous-unités dans le noyau et quelles sont des protéines périphériques.
Étape 4. En ajoutant un solvant organique, de sous-complexes qui se chevauchent (par ex. dimères, trimères, etc.) sont générés. La composition de différents sous-complexes révèle les interactions entre les sous-unités.
Étape 5. Les sous-unités individuelles peuvent être mélangés dans une solution et un déplacement de masse peut être détecté si un sous-généré.
Étape 6. La combinaison de toutes ces données permet de dessiner un réseau d’interactions 2D précises d’un complexe protéique.

Mots Clés :


Spectrométrie de masse native, complexes protéiques, interactions non-covalents, cartes d’interaction 2D.

Techniques spécialisées :

- Expression et purification des complexes protéiques
- Spectrométrie de masse native
- Caractérisation biophysique de protéines

Membres de l’équipe :

- Luca Signor, Ingénieur-chercheur CEA

Services disponibles :

- Plate-forme de spectrométrie de masse http://www.isbg.fr/preparation-d-ec...

Publications :

Boeri Erba E, Signor L, Oliva MF, Hans F, Petosa C. Characterizing Intact Macromolecular Complexes Using Native Mass Spectrometry. Methods Mol Biol. 2018 ;1764:133-151.

Alfieri A, Sorokina O, Adrait A, Angelini C, Russo I, Morellato A, Matteoli M, Menna E, Boeri Erba E, McLean C, Armstrong JD, Ala U, Buxbaum JD, Brusco A, Couté Y, De Rubeis S, Turco E, Defilippi P. Synaptic Interactome Mining Reveals p140Cap as a New Hub for PSD Proteins Involved in Psychiatric and Neurological Disorders. Front Mol Neurosci. 2017 10:212.

Pellegrini E, Signor L, Singh S, Boeri Erba E, Cusack S. Structures of the inactive and active states of RIP2 kinase inform on the mechanism of activation. PLoS One. 2017 12(5):e0177161.

Macek P, Kerfah R, Boeri Erba E, Crublet E, Moriscot C, Schoehn G, Amero C, Boisbouvier J. Unraveling self-assembly pathways of the 468-kDa proteolytic machine TET2. Sci Adv. 2017 3(4):e1601601.

Sauer PV, Timm J, Liu D, Sitbon D, Boeri-Erba E, Velours C, Mücke N, Langowski J, Ochsenbein F, Almouzni G, Panne D. Insights into the molecular architecture and histone H3-H4 deposition mechanism of yeast Chromatin assembly factor 1. Elife. 2017 Mar 18 ;6. pii : e23474.

Lopez S, Rondot L, Cavazza C, Iannello M, Boeri-Erba E, Burzlaff N, Strinitz F, Jorge-Robin A, Marchi-Delapierre C, Ménage S. Efficient conversion of alkenes to chlorohydrins by a Ru-based artificial enzyme. Chem Commun. 2017 53:3579-3582.

Baquero E, Albertini AA, Raux H, Abou-Hamdan A, Boeri-Erba E, Ouldali M, Buonocore L, Rose JK, Lepault J, Bressanelli S, Gaudin Y. Structural intermediates in the fusion-associated transition of vesiculovirus glycoprotein. EMBO J. 2017 36:679-692.

Rasmussen KK, Frandsen KE, Boeri Erba E, Pedersen M, Varming AK, Hammer K, Kilstrup M, Thulstrup PW, Blackledge M, Jensen MR, Lo Leggio L. Structural and dynamics studies of a truncated variant of CI repressor from bacteriophage TP901-1. Sci Rep. 2016 6:29574.

Yee AW, Moulin M, Breteau N, Haertlein M, Mitchell EP, Cooper JB, Boeri Erba E, Forsyth VT. Impact of Deuteration on the Assembly Kinetics of Transthyretin Monitored by Native Mass Spectrometry and Implications for Amyloidoses. Angew Chem Int Ed Engl. 2016 55:9292-6..

Caillat C, Macheboeuf P, Wu Y, McCarthy AA, Boeri-Erba E, Effantin G, Göttlinger HG, Weissenhorn W, Renesto P. Asymmetric ring structure of Vps4 required for ESCRT-III disassembly. Nat Commun. 2015 6:8781.

Boeri Erba E, Petosa C (2015) The emerging role of native mass spectrometry in characterizing the structure and dynamics of macromolecular complexes. Protein Sci. 24(8):1176-92. doi : 10.1002/pro.2661

Boeri Erba E, Klein PA, Signor L. (2015) Combining a NHS ester and glutaraldehyde improves crosslinking prior to MALDI MS analysis of intact protein complexes. J Mass Spectrom. 50(10):1114-9. doi : 10.1002/jms.3626

Boeri Erba E (2014) Investigating macromolecular complexes using top-down mass spectrometry. Proteomics. 14(10):1259-70. doi : 10.1002.

Signor L, Boeri Erba E. (2013) Matrix-assisted laser desorption/ionization time of flight (MALDI-TOF) mass spectrometric analysis of intact proteins larger than 100 kDa. J Vis Exp. (79). doi : 10.3791/50635.

Levy ED, Boeri Erba E, Robinson CV, Teichmann SA. (2008) Assembly reflects evolution of protein complexes. Nature. 453 : 1262-5.