Equipe 2 : Méthodes avancées de RMN en solution

Membres de l’équipe

Arijit Maity (postdoctorand)
Isabel Ayala (ingénieur en biochimie des protéines, CNRS)
Bernhard Brutscher (directeur de recherche, CEA)
Adrien Favier (ingénieur de recherche, CNRS)
Alicia Vallet (ingénieur plateforme RMN, CNRS)

Presentation

L’axe principal de recherche de notre équipe est le développement de séquences d’impulsions RMN en solution et (dans une moindre mesure) à l’état solide, ainsi que des protocoles d’analyse spectrale pour les applications biomoléculaires. La plupart de ces outils spectroscopiques sont mis à la disposition de la communauté académique via notre package NMRlib.

Entre autre, nous avons développé une série de techniques d’acquisition de données RMN multidimensionnelles rapides de type (SOFAST, BEST, …). Ces méthodes sont non seulement utiles pour accélérer la collecte de données RMN, mais elles offrent également de nouvelles opportunités pour des investigations cinétiques résolues par site en temps réel des réactions biomoléculaires. Les processus cinétiques peuvent être initiés dans le tubeRMN par exemple par un saut de pH ou de température, un mélange rapide de molécules interagissantes, ou par la lumière. Ainsi, nous avons assemblé des dispositifs pour le mélange rapide de solutions in situ (à l’intérieur de l’aimant RMN) et l’illumination des échantillons par lumière laser. Ces développements méthodologiques nous ont amenés à étudier par RMN en solution les transformations induites par la lumière dans les protéines fluorescentes ou d’autres protéines sensibles à la lumière.
Une part importante de l’activité du groupe est consacrée à des projets de recherche collaboratifs en partenariat avec des utilisateurs externes de l’installation RMN.

Projets scientifiques

Investigation par RMN des mécanismes de commutation photo-induite dans les protéines sensibles à la lumière.
Financements : ANR20 "StableFP" (2020-2025) ; ANR22 "Photoswitch NMR" (2023-2027) ; PEPR-LUMA
La lumière est une source majeure d’énergie pour les organismes vivants. Les protéines sensibles à la lumière se trouvent dans tous les règnes du vivant où elles remplissent diverses fonctions biologiques, telles que la récolte de lumière pour la photosynthèse, la vision ou la régulation de l’horloge circadienne, mais aussi la régulation de l’expression génique et d’autres voies de signalisation. En outre, elles fournissent des outils biotechnologiques pour l’imagerie cellulaire, la biosurveillance et le contrôle optogénétique. Nous avons récemment mis en place un dispositif basé sur un laser qui permet l’illumination in situ des échantillons de RMN à 3 longueurs d’onde différentes (405, 481 et 561 nm). Ce dispositif sera bientôt amélioré pour inclure 6 sources lumineuses avec une puissance d’émission plus élevée et couvrant une large gamme spectrale (de l’infrarouge à l’ultraviolet), ainsi que des capacités supplémentaires de détection de la lumière et un dispositif de pression de gaz pour sonder les différences d’accessibilité du dioxygène (O2) dans les protéines. Nous exploiterons cette installation RMN pour acquérir de nouvelles connaissances sur les transformations photophysiques et photochimiques que subissent les biomolécules contenant des chromophores lorsqu’elles sont exposées à la lumière, en caractérisant la dynamique conformationnelle dans différents états photostationnaires, les cinétiques et les voies d’interconversion, ainsi qu’en identifiant des états « dark » supplémentaires qui sont invisibles à la spectroscopie optique.
Collaborations : D. Bourgeois (IBS),L. Jullien (ENS Paris), G. Fuertes (Prague, CZ)

Publications récentes

PRESERVE : Adding variable flip-angle excitation to TROSY NMR spectroscopy.
Brutscher B, Magn. Reson. 2024, doi:10.5194/mr-2024-9.

MAS NMR experiments of corynebacterial cell walls : Complementary 1H- and CPMAS CryoProbe-enhanced 13C-detected experiments.
Vallet A, Ayala I, Perrone B, Hassan A, Simorre JP, Bougault C, Schanda P. J Magn Reson. 2024 Jul ;364:107708. doi : 10.1016/j.jmr.2024.107708.

Structure shows that the BIR2 domain of E3 ligase XIAP binds across the RIPK2 kinase dimer interface.
Lethier M, Huard K, Hons M, Favier A, Brutscher B, Erba EB, Abbott DW, Cusack S, Pellegrini, E. Life Sci. Alliance 2023, 6, 1–14. doi : 10.26508/lsa.202201784.

Structural heterogeneity in a phototransformable fluorescent protein impacts its photochemical properties.
Maity A, Wulffelé J, Ayala I, Favier A, Adam V, Bourgeois D, Brutscher B. Advanced Science. 2023/12 ; e2306272-e2306272. doi : 10.1002/advs.202306272.

The plasma membrane-associated cation-binding protein PCaP1 of Arabidopsis thaliana is a uranyl-binding protein.
Vallet A, Martin-Laffon J, Favier A, Revel B, Bonnot T, Vidaud C, Armengaud C, Gaillard JC, Delangle P, Devime F, Brutscher B et al. J. Hazard. Mater. 2023, 446, doi : 10.1016/j.jhazmat.2022.130668.