Équipe Structure et Stabilité de Protéines Membranaires Intégrales et Assemblages de Phages (Cécile Breyton)
Responsable d’équipe : Cécile BREYTON (DR CNRS)
Membres actuels
Cécile Breyton (DR - CNRS)
Christine Ebel (DR - CNRS)
Claudine Darnault (Tech - CEA)
Corinne Deniaud (Ingé - CEA)
Aline Le Roy (Tech - CEA)
Alessio D’Acapito (Etudiant en thèse)
Alice Decombe (Post-doc)
Expertise
Biochimie des protéines membranaires ; Biophysique ; Cristallographie ; Diffusion des rayons X et neutrons ; Cryomicroscopie électronique
Thèmes de Recherche Principaux
Investigation structurale des premières étapes de l’infection par le phage dans le système phage T5 - E. coli.
60 % des phages connus, des virus qui attaquent les bactéries, sont constitués d’une capside protégeant l’ADN viral et d’une longue queue flexible, dont l’extrémité reconnaît l’hôte, ce qui entraîne la perforation de la paroi cellulaire de la bactérie et la livraison sécurisée de l’ADN dans son cytoplasme. Nous cherchons à décrypter les mécanismes moléculaires qui engagent le phage dans l’infection et mènent à la perforation de toute la paroi cellulaire.
Ces dernières années, nous nous sommes attachés à comprendre le mécanisme moléculaire de la perforation de la paroi cellulaire d’E. coli par le siphophage T5. À l’extrémité distale de sa queue, le T5 porte trois fibres en forme de L et une fibre droite, à l’extrémité de laquelle se trouve la protéine de liaison au récepteur pb5 (RBPpb5). La liaison de cette dernière à FhuA, un transporteur bactérien de la membrane externe, engage le phage dans l’infection. Par cryo-microscopie électronique (cryo-EM), et en collaboration avec le groupe de Guy Schoehn à l’IBS, nous avons déterminé la structure du complexe RBPpb5-FhuA et de l’extrémité de la queue de T5, avant et après interaction avec FhuA reconstituée en nanodisque (figure). Ce dernier détail est important, car il fournit une membrane au phage, ce qui permet de piéger un intermédiaire de la perforation de la membrane externe. Ces structures nous ont permis de comprendre comment la liaison du récepteur déclenche l’infection et de déchiffrer les mécanismes moléculaires qui déclenchent la perforation de la membrane externe.
Peu après l’infection, T5 produit une petite lipoprotéine, Llp, dirigée vers le feuillet interne de la membrane externe de la bactérie, et qui protège l’usine virale d’une surinfection. Nous avons montré que Llp se lie à FhuA, empêchant une nouvelle liaison de RBPpb5 et nous avons largement caractérisé l’interaction Llp-FhuA in vitro et in vivo.
Dans ce cadre, l’équipe est membre du Réseau Thématique Pluridisciplinaire Phages.fr
Le développement de méthodes pour l’étude structurale et fonctionnelle de protéines membranaires.
Nous avons étudié la possibilité d’utiliser divers détergents (LMNG), des surfactants fluorés et, plus récemment, des métallacarboranes pour la manipulation, la stabilisation et la cristallisation des protéines membranaires. Nous utilisons également avec succès la diffusion des neutrons aux petits angles (SANS) et l’ultracentrifugation analytique (AUC) dans le cadre de différents projets de collaboration.
Nous évaluons des protocoles pour la caractérisation des protéines membranaires, utilisant l’ultracentrifugation analytique et la chromatographie d’exclusion couplée à la diffusion de la lumière.
La diffusion de neutrons à petit angle (SANS) est une technique puissante pour étudier la structure en solution des protéines membranaires, car les contributions du détergent libre et lié –ou lipides- peuvent être masquées. À l’aide du SANS, nous avons révélé des échanges de lipides entre des bicouches lipidiques stabilisées par le SMA, un polymère amphipatique utilisé pour manipuler les protéines membranaires. Nous étudions les conformations en solution des protéines SpNox et BmrA, en collaboration avec F. Fieschi (M&P, IBS) et J.-M. Jault (IBCP, Lyon), respectivement, et avec A. Martel (ILL).
Mots clés
Relation Structure fonction de canaux, récepteurs, transporteurs ; Biophysique et biochimie ; Virologie moléculaire et structurale ; Bactériophages ; Tensioactifs.
Alumni
(les étudiants de L1, L2, L3 et M1 ne sont pas indiqués)
Estelle Marchal (CDD, 2023-2024, ANR ProMeNix)
Romain Linares (Post-doc, 2017-2022, ANR PerfoBac, ANR ImmunoPhage)
Andromachi Papagianoula (M2, 2022)
Séraphine Degroux (M2 – PhD, 2018-2022, UGA)
Charles Arnaud (M2 – PhD, 2014-2017, Labex Gral)
Swetha Stanley (M2, 2020)
Ilham Bouchemal (CDD, 2018-2020, ANR Fluor)
Nathan Epalle (M2, 2019)
Waqas Javed (PhD, 2016-2020)
Béatrice Schaack (Chercheuse CEA, 2013-2017)
Alice Tissot (M2, 2013)
Flavien Grégoire (M2, 2013)
Kai Wang (M2, 2013)
Virginie Guillon (XX, 2013)
Mathilde Lethier (CDD, 2010-201X, )
Cindy Pereira (M2, 2012)
Ziad Ibrahim (M2, 2011)
Ali Flayhan (M2 – PhD, 2008-2012, ITN SBMP)
Sarah Saab (M2, 2009)
Nathalie Hauet (Post-doc, 2008-2010, ANR PCV-Fluorinated surfactants)
Contrats récents
2023-2025 : GRAL, PhD Operating Cost for A. D’Acapito
2022-2026 : ANR, Metallacarborans : an opportunity for the study of membrane proteins
2022-2025 : ANR, Recognizing sweet surfaces – structure and function of a siphovirus infection device at the Gram- bacterial membrane
2020-2023 : ANR, Molecular mechanisms of phage T5 induced immunity
2020-2021 : CEA, Metallacarborans for the study of membrane proteins
2018-2019 : CEA, Mass spec of siphophage T5
2016-2021 : ANR, Fluorinated surfactants for the study of membrane proteins
2016-2020 : ANR, How do siphophages perforate the bacterial cell wall ?
Anciennes photos d’équipe
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Juin 2021
Décembre 2017
Mai 2016
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Juillet 2014
Mai 2013
Juillet 2012
Juillet 2011
