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Institut de Biologie StructuraleGrenoble / France

Contacts relatifs à cet article / TIMMINS Joanna

Structure et dynamique du nucléoïde

Dans tous les organismes, l’ADN génomique est compacté de plusieurs ordres de grandeur afin de tenir dans un espace restreint de la cellule (les noyaux des cellules eucaryotes ou les nucléoïdes des procaryotes), mais doit néanmoins rester accessible pour les processus essentiels liés à l’ADN. Généralement, notre compréhension des processus cellulaires chez les bactéries est plus avancée que chez les eucaryotes, où les processus sont souvent plus complexes et plus difficiles à appréhender. Toutefois, ce n’est pas le cas lorsqu’il s’agit d’étudier l’organisation des nucléoïdes et la ségrégation des chromosomes, deux processus essentiels, qui sont au cœur de nombreux processus cellulaires. De nombreuses études sur la chromatine eucaryote ont révélé son architecture moléculaire détaillée et identifié un large éventail de facteurs impliqués dans sa régulation. En revanche, jusqu’à récemment, peu de choses étaient connues sur l’organisation des nucléoïdes bactériens, que l’on croyait, il y a encore quelques années, être largement non structurés. Cela était dû en partie à leur petite taille (<1µm3), rendant difficile leur étude par microscopie optique classique.

Chez les bactéries, la compaction de l’ADN génomique est réalisé par plusieurs mécanismes : le surenroulement de l’ADN, la compaction de l’ADN par les protéines associées aux nucléoïdes (NAP), telles que la protéine HU, semblable à une histone, et plusieurs autres facteurs, dont l’encombrement cellulaire et les forces de déplétion. Cependant, nos connaissances des mécanismes moléculaires permettant la compaction de l’ADN, l’organisation des nucléoïdes et la ségrégation des chromosomes, trois processus étroitement liés, sont encore très limitées. Dans l’équipe, nous utilisons une approche intégrée combinant des études in vitro (Chen et. al., 2020), in silico (Hognon et. al., 2019) et in vivo (Floc’h et. al., 2019) pour mieux appréhender ces processus.

En collaboration avec l’équipe PIXEL de l’IBS et l’équipe de Fabrice Confalonieri de l’I2BC, Orsay, nous avons par exemple récemment démontré que le génome complexe et multipartite de D. radiodurans forme un seul nucléoïde qui est en effet très condensé, mais aussi, ce qui est plus surprenant, très dynamique, adoptant de multiples configurations distinctes au fur et à mesure que la bactérie progresse dans son cycle cellulaire. En plus de la forme toroïdale précédemment décrite, le nucléoïde adopte des structures allongées et ramifiées aux derniers stades du cycle cellulaire qui s’alignent spécifiquement perpendiculairement au futur axe de division, un processus qui rappelle l’alignement des chromosomes eucaryotes en métaphase. De tels réarrangements conformationnels majeurs de nucléoïdes bactériens n’avaient jamais été décrits auparavant et démontrent clairement que l’organisation des nucléoïdes et la progression du cycle cellulaire sont étroitement liées.

En combinant des approches de génétique, de biochimie, de microscopie à force atomique, de biologie structurale et d’imagerie avancée, notre objectif est maintenant de mettre en lumière les mécanismes moléculaires à l’origine de cette remarquable organisation et plasticité, et de déterminer comment ces mécanismes contribuent à l’exceptionnelle radiorésistance de D. radiodurans.

Membre de l’équipe

• Anne-Sophie BANNEVILLE
• Salvatore DE BONIS
• Fabienne HANS
• Jean-Philippe KLEMAN
• Françoise LACROIX
• Joanna TIMMINS
• Pierre VAUCLARE

Techniques

• Biologie moléculaire
• Microbiologie
• Physiologie et Respiration
• Irradiation aux UV et rayonnement ionisant
• Expression recombinante et purification de protéines
• Caractérisation biochimique et biophysique de complexes protéine-ADN
• Cristallographie aux rayons-X
• Microscopie de fluorescence confocale
• Microscopie de super-résolution pour la localisation (PALM) et le traçage de molécules uniques (sptPALM)
• FRAP (Fluorescence recovery after photobleaching) ou redistribution de fluorescence après photoblanchiment
• Cytométrie en flux

Collaborations

• Dominique BOURGEOIS (PIXEL team, I2SR, IBS)
• Jean-Luc PELLEQUER (MEM Group, IBS)
• Irina GUTSCHE (MICA Group, IBS)
• Pascale SERVANT & Fabrice CONFALONIERI (I2BC, Orsay)
• François DEHEZ & Antonio MONARI (LPCT, Nancy)

Principales publications

Chen SW, Banneville A-S, Teulon J-M, Timmins J and Pellequer J-L. Nanoscale surface structures of DNA bound to Deinococcus radiodurans HU unveiled by atomic force microscopy. Nanoscale (2020) 12, 22628. DOI : 10.1039/D0NR05320A.

Hognon C, Garaude S, Timmins J, Chipot C, Dehez F and Monari A. Molecular basis of DNA packaging in bacteria revealed by all-atoms molecular dynamic simulations : The case of histone-like proteins in Borrelia burgdorferi. J. Phys. Chem. Lett. (2019) 10, 7200-7207. DOI : 10.1021/acs.jpclett.9b02978.

Floc’h K, Lacroix F, Servant P, Wong YS, Kleman JP, Bourgeois D and Timmins J. Cell morphology and nucleoid dynamics in dividing D. radiodurans. Nat Commun. (2019) 10 (1). p.3815. DOI : 10.1038/s41467-019-11725-5.

Floc’h K, Lacroix F, Barbieri L, Servant P, Galland R, Butler C, Sibarita JB, Bourgeois D and Timmins J. Bacterial cell wall nanoimaging by autoblinking microscopy. Scientific Reports (2018) 8 (1) p. 14038. DOI : 10.1038/s41598-018-32335-z.