IBS - Institut de Biologie Structurale - Grenoble / France

Parasitologie structurale in situ

CHATELLARD Christine — 2026-02-20T09:09:59Z

Sommaire

Responsable de l'équipe : Thibault Legal

Thématique de recherche

Mon équipe s'intéresse à la leishmaniose, une maladie parasitaire grave qui touche des millions de personnes dans le monde et qui est également présente dans le sud de la France. Elle est causée par des parasites microscopiques appelés leishmanies, transmis par la piqûre d'un insecte, le phlébotome. Une fois dans l'organisme, les leishmanies infectent les cellules du système immunitaire. La maladie peut se manifester par des lésions cutanées, généralement non mortelles, mais aussi, dans certains cas, par une atteinte des organes internes qui peut être fatale en l'absence de traitement.
L'objectif principal de notre recherche est de comprendre, à l'échelle moléculaire, l'organisation interne de ces parasites et la manière dont leur architecture cellulaire leur permet de se déplacer, de survivre et d'infecter les cellules humaines. Nous nous intéressons en particulier au cytosquelette, principalement composé de microtubules, qui détermine la forme du parasite, sa polarité et ses capacités de mouvement.
Chez Leishmania, les microtubules forment à la fois le cil (ou flagelle), structure essentielle à la mobilité du parasite, et un réseau sous-jacent à la membrane qui confère au parasite sa forme caractéristique et sa résistance mécanique. La dynamique et l'organisation de ces microtubules sont régulées par des protéines spécialisées, dont les rôles restent encore largement méconnus.
En analysant la structure et le fonctionnement du cil et du cytosquelette du parasite, notre équipe vise à identifier les mécanismes moléculaires indispensables à la survie et à l'infectiosité des leishmanies. À terme, ces connaissances fondamentales contribueront au développement de nouvelles approches thérapeutiques contre la leishmaniose, une maladie pour laquelle les traitements actuels restent limités.

Approches méthodologiques
Pour répondre à ces questions, nous employons principalement des techniques de microscopie cryo-électronique, incluant la tomographie, l'analyse de particules isolées, le moyennage de sous-tomogrammes et le fraisage par faisceau d'ions focalisés. Les images obtenues sont traitées par des méthodes informatiques, incluant l'intelligence artificielle, afin de reconstruire des modèles tridimensionnels des structures internes du parasite.
Ces approches d'imagerie sont combinées à des outils de biologie cellulaire et génétique, permettant de modifier ou supprimer des protéines spécifiques du parasite et d'en analyser les effets par microscopie optique.

Mots-clés
Leishmania ; cryo-tomographie électronique ; cryo-microscopie électronique ; parasitologie ; cytosquelette ; microtubules ; kineotplastid ; intelligence artificielle

Nous rejoindre ?
Les candidat(e)s intéressé(e)s doivent contacter directement Thibault Legal (thibault.legal@gmail.com) pour discuter des opportunités disponibles.
Offre de thèse en cours : date limite de dépôt de dossier : jeudi 9 avril 2026 23h59.

Publications

2025
Legal, T.*, Joachimiak, E.*, Parra, M., Peng, W., Tam, A., Black, C., Valente-Paterno, M., Brouhard, G., Gaertig, J., Wloga, D., Bui, K. H. Structure of the Ciliary Tip Central Pair Reveals the Unique Role of the Microtubule-Seam Binding Protein SPEF1. Current Biology. https://doi.org/10.1016/j.cub.2025.06.020 *Co-first authors

2024
Gao, J.*, Tong., M.*, Lee, C., Gaertig, J., Legal, T.#, Bui, K.H.# DomainFit : Identification of Protein Domains in cryo-EM Maps at Intermediate Resolution using AlphaFold2-predicted Models. Structure. https://doi.org/10.1016/j.str.2024.04.017 #Co-corresponding authors

Weber, J.*, Legal, T.*, Lezcano, A.P., Gluszek-Kustusz, A., Paterson, C., Eibes, S., Barisic, M., Davies, O.R., Welburn, J.P.I. (2024) A conserved CENP-E region mediates BubR1-independent recruitment to the outer corona at mitotic onset. Current Biology. https://doi.org/10.1016/j.cub.2024.01.042 *Co-first authors

2023
Legal, T., Parra, M., Tong, M., Black, C.S., Joachimiak, E., Valente-Paterno, M., Lechtreck, K., Gaertig, J., Bui, K.H. CEP104/FAP256 and associated cap complex maintain stability of the ciliary tip. Journal of Cell Biology. https://doi.org/10.1083/jcb.202301129

2020
Legal, T., Hayward, D., Gluszek-Kustusz, A., Blackburn, E.A., Spanos, C., Rappsilber, J., Gruneberg, U., Welburn, J.P.I. The C-terminal helix of BubR1 is essential for CENP-E-dependent chromosome alignment. Journal of Cell Science. https://doi.org/10.1242/jcs.246025

Membres de l'équipe

Thibault Legal

Virulence et anticorps monoclonaux

JOB Viviana — 2026-01-26T10:07:47Z

Collaboration : Pascal Poignard, CAID group

La résistance aux antibiotiques constitue l'une des principaux problèmes de santé publique. Parmi les agents pathogènes multirésistants (MDR), le groupe ESKAPE de bactéries infectieuses (Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa et Enterobacter spp.) relève une importance particulière, car ces bactéries sont capables d'échapper aux thérapies antibiotiques les plus couramment utilisées.

Les anticorps monoclonaux (mAbs) ciblant des facteurs de virulence bactérienne offrent des perspectives alternatives très prometteuses aux antibiotiques, en raison de leur grande spécificité, de l'absence de résistances croisées et de la possibilité de synergie avec les antibiotiques. Ils pourraient également contribuer à réduire la propagation de la résistance aux antibiotiques grâce à une diminution du recours à ces derniers.

Dans le cadre du projet financé par l'ANR (HumaBact), nous exploitons les réponses humorales de patients atteints de mucoviscidose face à l'infection, en combinaison avec des criblages fonctionnels et des approches structurelles rationnelles, afin d'isoler des mAbs humains thérapeutiques ciblant des facteurs de virulence sélectionnés.

Figure 1 : Deux approches pour l'isolement d'anticorps monoclonaux humains à partir de patients infectés

En utilisant des plateformes établies d'isolement des anticorps (Figure 1), nous avons validé la protéine de la pointe du système de sécrétion de type III (T3SS), PcrV, comme première cible de virulence pour une stratégie de blocage de la virulence basée sur des anticorps monoclonaux [1].

Figure 2 : Évaluation de l'inhibition de la virulence du T3SS par des anticorps monoclonaux humains issus de patients atteints de mucoviscidose

Figure 3 : Différents mécanismes d'inhibition de l'injection des effecteurs par des anticorps monoclonaux anti-PcrV

(All figures are created in https://BioRender.com)

[1] https://elifesciences.org/reviewed-preprints/105195v1

ExoU trafficking

JOB Viviana — 2026-01-26T10:07:45Z

Collaboration : Yohan Couté, Edyp

Les toxines bactériennes ciblent des fonctions cellulaires clés afin de favoriser l'infection. Parmi les toxines bactériennes les plus puissantes figurent les phospholipases, qui endommagent la membrane plasmique et entraînent une nécrose ainsi que des lésions tissulaires. P. aeruginosa produit ExoU, une phospholipase exportée et injectée dans le cytoplasme de la cellule hôte par le système de sécrétion de type III (T3SS), aussi appelé injectisome. Nous avons précédemment réalisé deux découvertes majeures : l'une concernant la structure d'ExoU en complexe avec sa chaperonne SpcU [1] (Figure 1), et l'autre portant sur son trafic intracellulaire au sein de vésicules positives contenant DNAJC5 [2] (Figure 2).

Figure 1 : The crystal structure of ExoU in complex with its chaperone SpcU (adapted from Gendrin et al. 2012)

Plus récemment, nous avons utilisé des outils de marquage de proximité (proximity labeling, PL) ainsi que des approches cellulaires intégrées afin de mieux comprendre comment ExoU détourne la machinerie de trafic de la cellule hôte. Nous avons fusionné et exprimé l'extrémité C-terminale d'ExoU avec la biotine ligase UltraID. La sécrétion, la cytotoxicité et la dépendance à DNAJC5 de la protéine de fusion ont été confirmées. En présence de biotine exogène, UltraID biotinyle les protéines situées à proximité immédiate d'ExoU. Les protéines capturées par affinité à la streptavidine ont été soumises à une digestion à la trypsine suivie d'une analyse par LC-MS/MS. L'analyse par spectrométrie de masse a révélé huit protéines humaines significativement enrichies dans la condition UltraID par rapport au contrôle, parmi lesquelles RAB27B, SNAP23 et SLC3A2, que nous avons priorisées en raison de leurs rôles connus dans diverses voies de trafic intracellulaire.

En utilisant des cellules invalidées (KO) pour chacune de ces cibles, nous avons mis en évidence l'existence d'un équilibre fin entre la toxicité d'ExoU et les mécanismes de défense de la cellule hôte.

Figure 2 : Injection de ExoU et trafic de la cellule hôte (created in https://BioRender.com)

[1] Gendrin et al. https://journals.plos.org/plospathogens/article?id=10.1371/journal.ppat.1002637

[2] (Deruelle et al. https://www.nature.com/articles/s41467-021-24337-9

Paroi cellulaire de Pseudomonas

JOB Viviana — 2026-01-26T10:07:42Z

Collaboration : Pauline Macheboeuf, PG group

Le peptidoglycane (PG) est le principal composant de la paroi cellulaire, une structure rigide permettant aux bactéries de résister à la pression osmotique. C'est pour cette raison, que les enzymes impliquées dans la biosynthèse du PG constituent depuis des décennies les meilleures cibles de la thérapie antibiotique.

Le complexe MreBCD fait partie de la machinerie de synthese dite élongasome ; et avec RodA et PBP2, il est essentiel au maintien de la forme bacillaire des bactéries [1]. La structure de MreC seule [2], comparée à celle du complexe MreC-PBP2 [3] ou avec MreC-MreD [4], a révélé de possibles rôles régulateurs de MreC et de MreD dans la synthèse du PG .

Afin d'approfondir la compréhension des liens entre l'élongation et la division bactériennes, nous avons mis en place un criblage génétique de létalité synthétique (synthetic lethality) en utilisant un mutant P. aeruginosa ayant une diminution de l'expression du gène mreD (appelé mreD^down) présentant une morphologie arrondie (Figure 2). Nous avons identifié un ensemble de carboxy- et d'endo-peptidases comme étant synthétiquement létales dans le mutant mreD^down, suggérant des interactions complexes avec les protéines centrales de l'élongasome (Figure 1). Ce projet vise à caractériser de nouveaux partenaires de l'élongasome par des validations CRISPRi, des approches fonctionnelles in vivo et un analyse morphologique par microscopie de fluorescence (Figure 2).

Figure 1 : Différences de morphologie entre P. aeruginosa de type sauvage et le mutant mreD^down. Panneau supérieur : bactéries visualisées en microscopie confocale après marquage de la membrane (barre d'échelle : 2 µm). Panneau inférieur : images de cryo-microscopie électronique de bactéries congelées puis sectionnées (barre d'échelle : 200 nm).

Figure 2 : Schéma des deux machineries de synthèse du peptidoglycane (l'élongasome et le divisome) ainsi que du recyclage du PG. Certaines des protéines identifiées lors du criblage de létalité synthétique dans le mutant mreD^down sont indiquées en couleur (en vert si la mutation est bénéfique dans le mutant, en orange/jaune si la délétion de la protéine est délétère dans le mutant mreD^down).

[1] Liu X et al., https://journals.plos.org/plosgenetics/article?id=10.1371/journal.pgen.1009276

[2] Martins A et al., https://www.nature.com/articles/s41467-021-22957-9

[3] Contreras-Martel C et al., https://www.nature.com/articles/s41467-017-00783-2

[4] Morgan GS Gilman et al., https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.10.08.617240v1

Nouveaux antibactériens

ZAPUN André — 2025-08-29T13:24:37Z

Responsables : Pauline Macheboeuf et Carlos Contreras-Martel

Sommaire

L'émergence de souches bactériennes pathogènes multirésistantes représente un défi majeur pour la médecine moderne. L'incidence des « superbactéries » — des micro-organismes résistants à la majorité des antibiotiques actuellement disponibles — augmente à un rythme alarmant. Aux États-Unis et en Europe, cinq agents pathogènes bactériens sont responsables de la majorité des infections nosocomiales. Regroupés sous l'acronyme « ESKAPE » — Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa et les espèces Enterobacter — ces organismes doivent leur nom à leur capacité croissante à « échapper » aux traitements antibiotiques existants.
Des données récentes indiquent que, dans plusieurs pays européens, plus de 70 % des isolats bactériens pathogènes présentent une résistance à au moins un antibiotique actuellement utilisé en clinique. De manière préoccupante, malgré la menace croissante que représente la résistance aux antimicrobiens pour la santé publique, la plupart des grandes entreprises pharmaceutiques ont considérablement réduit, voire complètement abandonné, leurs efforts dans la recherche de nouveaux antibiotiques. Par conséquent, il existe un besoin médical urgent de développer de nouveaux agents antibactériens capables de lutter contre ces bactéries résistantes.
La paroi bactérienne est principalement constituée de peptidoglycane (PG), un polymère tridimensionnel formé de sous-unités disaccharidiques reliées entre elles par des tiges pentapeptidiques. Ce réseau confère à la cellule bactérienne sa forme, lui permet de résister à la pression osmotique et joue un rôle essentiel dans la division cellulaire. En raison de son importance vitale et de son absence chez les eucaryotes, le PG constitue depuis plusieurs décennies une cible privilégiée pour le développement de nouveaux antibiotiques.
Notre recherche se concentre sur deux étapes distinctes de la biosynthèse du PG chez les bactéries à Gram négatif :
• La synthèse du précurseur cytoplasmique du PG, assurée par le complexe enzymatique des ligases Mur, ainsi que son recrutement dynamique par les machineries de synthèse de la paroi, aux différentes étapes du cycle cellulaire bactérien.
• Le développement de nouvelles molécules inhibitrices ciblant les penicillin-binding proteins (PBP), impliquées dans les étapes terminales de l'assemblage périplasmique du PG.

Synthèse du peptidoglycane

Les Mur ligases

Les protéines impliquées dans la biosynthèse du PG s'organisent en complexes multiprotéiques qui coordonnent les processus d'élongation et de division cellulaire. L'inhibition ou la dérégulation de ces protéines entraîne des altérations morphologiques, souvent suivies de lyse et de mort cellulaire. Parmi elles, les protéines cytoplasmiques de type Mur ont été proposées comme formant des complexes fonctionnels, une hypothèse appuyée par le fait que, chez de nombreuses bactéries, les gènes mur, organisés en opérons hautement conservés, ont fusionné pour coder des protéines chimériques.
Une analyse génomique menée sur plus de 140 génomes bactériens nous a permis de caractériser, en particulier, la chimère MurE-MurF de Bordetella pertussis, par cristallographie aux rayons X et polarisation de fluorescence. L'architecture allongée de cette chimère révèle une proximité des deux sites actifs, et nos données d'interaction suggèrent que MurE-MurF peut interagir avec d'autres ligases Mur via ses domaines centraux (Shirakawa et al., PNAS, 2023). Ces résultats mettent en évidence de fortes contraintes évolutives favorisant le maintien d'une proximité génomique entre les gènes, en particulier lorsque les protéines codées interagissent physiquement. Cela établit un lien entre l'assemblage des ligases Mur en complexes fonctionnels et l'évolution des génomes bactériens. En plus de révéler l'interface moléculaire entre les sous-unités MurE et MurF, cette étude ouvre la voie à l'élucidation de la structure complète du complexe de ligases Mur.
Par ailleurs, le complexe des ligases Mur doit être orienté vers l'élongasome ou le divisome, deux structures en compétition pour l'utilisation des précurseurs du PG à différents stades de la croissance bactérienne. Nous avons découvert que certains gènes mur sont fusionnés à des gènes de division cellulaire, conduisant à la production de protéines chimériques associant physiquement les complexes Mur et le divisome. Une meilleure compréhension de l'architecture et de la dynamique de ces complexes au sein de la cellule bactérienne ouvre la voie à l'identification de nouvelles cibles pour le développement d'agents antibactériens innovants.

MurE-MurF

Les penicillin-binding proteins (PBP)

Les PBP catalysent les dernières étapes de la biosynthèse du PG et constituent les cibles des antibiotiques de la famille des bêta-lactamines, tels que la pénicilline. Cependant, face au développement croissant de l'antibiorésistance, il devient essentiel de rechercher en permanence de nouvelles molécules capables d'inhiber efficacement les PBP. L'élaboration de ces inhibiteurs repose sur une approche structurale, fruit d'une collaboration étroite entre des chimistes et notre équipe. Ce travail comprend la synthèse chimique de nouvelles molécules, l'évaluation de leurs interactions avec les PBP, ainsi que l'analyse cristallographique des complexes formés. Ces données permettent de mieux comprendre les mécanismes d'interaction et d'améliorer la sélectivité des inhibiteurs candidats.
Dans nos travaux précédents, nous avons apporté une contribution majeure à ce domaine en publiant de nombreuses structures cristallographiques de protéines de liaison à la pénicilline (PBPs) en complexe avec divers ligands. Ces données structurales, obtenues en partie grâce à des collaborations fructueuses avec plusieurs groupes de chimie médicinale à travers le monde, ont largement soutenu le développement de nouvelles molécules inhibitrices. Nos recherches se sont principalement concentrées sur la PBP1b de Streptococcus pneumoniae, étudiée en interaction avec différents antibiotiques ainsi qu'avec des sondes biochimiques telles que des pseudo-substrats, des lactivicines, des boronates et des β-lactones. Les PBPs représentent des cibles thérapeutiques de choix pour plusieurs raisons fondamentales : (1) elles sont essentielles à la survie bactérienne ; (2) leur substrat naturel, le peptidoglycane, est spécifique aux bactéries ; et (3) elles ne possèdent pas d'homologue chez l'Homme, réduisant ainsi les risques d'effets secondaires hors cible. De plus, notre laboratoire a résolu de nombreuses structures cristallines de PBP, fournissant une base solide pour la modélisation in silico et la conception rationnelle de nouveaux inhibiteurs à visée thérapeutique.

PBPs du pneumocoque

Notre objectif actuel est donc de concevoir de nouveaux agents antimicrobiens en s'appuyant sur des données structurales expérimentales à haute résolution de complexes PBP–inhibiteurs. Ces complexes sont issus à la fois de pathogènes à Gram négatif du groupe ESKAPE, et de notre modèle à Gram positif, S. pneumoniae. Cette approche structure-guidée vise à identifier des inhibiteurs innovants, capables de contourner les mécanismes d'antibiorésistance, en ciblant spécifiquement les PBPs essentiels de ces bactéries.

Membres du groupe Mai 2024

BURMEISTER Wim — 2025-07-03T07:43:00Z

Sommaire

Le groupe VRM

Photo du groupe VRM Mai 2024

de haut en gauche à bas en droite : Jean-Marie BOURHIS, maître de conférences ; Julien MARTEL, étudiant en M1 ; Lisa BADAROUX, étudiante en M2, actuellement doctorante ; Marc JAMIN, professeur ; Wim BURMEISTER, professeur ; Florian CHENAVIER, étudiant en doctorat, actuellement alumni ; Nicolas TARBOURIECH, maître de conférences ; Allison BALLANDRAS-COLAS, collaboratrice scientifique CNRS ; stagiaire ; Maxime BIERRE, étudiant en doctorat, Khadeeja MUBASHIRA, étudiante en doctorat ; N. N. ; Candice TROUBA, étudiante en M2 ; Marie THIRION, étudiante en M2, maintenant doctorante ; N.N. ; Benoit Separi, doctorant, maintenant alumni ; Henri GRÖGER, doctorant ; Alberto FLOREZ-PRADA, doctorant, maintenant alumni ; Darren HART, chercheur principal CNRS ; Thibaut CREPIN, chercheur principal CNRS ; Florine DUPEUX, ingénieur CNRS.

Les équipes en Juin 2025

Equipe JAMIN

Marc JAMIN, professeur
Jean-Marie BOURHIS, maître de conférences
Florine DUPEUX, ingénieur
Khadeeja MUBASHIRA, doctorante
Maxime BIERRE, doctorant

Equipe CREPIN :

Thibaut CREPIN, directeur de recherche CNRS
Rob RUIGROK, professeur émérite
Allison BALLANDRAS-COLAS, chercheur CNRS
Marie THIRION, doctorante
Lily-Lorette FRESLON, ingénieur CDD

Equipe HART :

Philippe MAS, ingénieur plateforme
Caroline MAS, ingénieur plateforme
Lisa BADAROUX, doctorante
Alberto FLOREZ-PRADA, post-doc

Equipe BURMEISTER :

Wim BURMEISTER, professeur
Nicolas TARBOURIECH, maître de conférence
Henri GRÖGER, doctorant
Karine HAIDAR, doctorante
Lily-Lorette FRESLON, fixed-term contract engineer

Team HART :

Philippe MAS, platform engineer
Caroline MAS, platform engineer
Lisa BADAROUX, PhD student
Alberto FLOREZ-PRADA, post-doc

Team BURMEISTER :

Wim BURMEISTER, professor
Nicolas TARBOURIECH, lecturer
Henri GRÖGER, PhD student
Karine HAIDAR, PhD student

Publications

BURMEISTER Wim — 2025-01-23T11:10:11Z

Sommaire

Publications

2024
Burmeister, W. P., Boutin, L., Balestra, A. C., Gröger, H., Ballandras-Colas, A., Hutin, S., Kraft, C., Grimm, C., Böttcher, B., Fischer, U., Tarbouriech, N. & Iseni, F.
Structure and flexibility of the DNA polymerase holoenzyme of vaccinia virus.
Plos Path. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1011652 (2024).

Tarbouriech, N., Burmeister, W.P., Bersch, B. & Iseni, F.
Le complexe de réplication des poxvirus : cible potentielle de molécules antivirales.
Virologie 28 (1) : 23‑35. https://doi.org/10.1684/vir.2024.1033 (2024).

Small-Angle X-Ray Scattering for Macromolecular Complexes.
Hutin S, Tully MD, Brennich M. Adv Exp Med Biol. 2024 ;3234:163-172. https://doi.org/10.1007/978-3-031-52193-5_11.

2022
Hutin, SL, Ling, W.L., Tarbouriech, N., Schoehn, G., Grimm, C., Fischer, U. & Burmeister, W.P.
The Vaccinia Virus DNA Helicase Structure from Combined Single-Particle Cryo-Electron Microscopy and AlphaFold2 Prediction. Viruses 14 (10).
https://doi.org/10.3390/v14102206 (2022).

Borna Disease Virus 1 Phosphoprotein Forms a Tetramer and Interacts with Host Factors Involved in DNA Double-Strand Break Repair and mRNA Processing.
Tarbouriech N, Chenavier F, Kawasaki J, Bachiri K, Bourhis JM, Legrand P, Freslon LL, Laurent EMN, Suberbielle E, Ruigrok RWH, Tomonaga K, Gonzalez-Dunia D, Horie M, Coyaud E, Crépin T. Viruses. 2022 Oct 26 ;14(11):2358. https://doi.org/10.3390/v14112358.

Human viruses, ancient, recent and zoonosis : a never ending story ?
Ruigrok RWH, Drouet E, Morand P, Tarbouriech N. Virologie (Montrouge). 2022 May 1 ;26(3):240-252. https://doi.org/10.1684/vir.2022.0957.

Structural Dynamics of the C-terminal X Domain of Nipah and Hendra Viruses Controls the Attachment to the C-terminal Tail of the Nucleocapsid Protein.
Bourhis JM, Yabukarski F, Communie G, Schneider R, Volchkova VA, Frénéat M, Gérard FC, Ducournau C, Mas C, Tarbouriech N, Ringkjøbing Jensen M, Volchkov VE, Blackledge M, Jamin M. J Mol Biol. 2022 May 30 ;434(10):167551. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2022.167551.

Selection of Primer-Template Sequences That Bind with Enhanced Affinity to Vaccinia Virus E9 DNA Polymerase.
DeStefano JJ, Iseni F, Tarbouriech N. Viruses. 2022 Feb 10 ;14(2):369. https://doi.org/10.3390/v14020369.

2021
Bersch, B., Tarbouriech, N., Burmeister, W.P, & Iseni, F.
Solution structure of the C-terminal domain of A20, the missing brick for the characterization of the interface between vaccinia virus DNA polymerase and its processivity factor. J. Mol. Biol., 167009. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2021.167009 (2021).

Analysis of SEC-SAXS data via EFA deconvolution and Scatter.
Tully MD, Tarbouriech N, Rambo RP, Hutin S. J Vis Exp. 2021 Jan 28 ;(167). https://doi.org/10.3791/61578.

2020
Structural Description of the Nipah Virus Phosphoprotein and Its Interaction with STAT1.
Jensen MR, Yabukarski F, Communie G, Condamine E, Mas C, Volchkova V, Tarbouriech N, Bourhis JM, Volchkov V, Blackledge M, Jamin M. Biophys J. 2020 May 19 ;118(10):2470-2488. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2020.04.010. Epub 2020 Apr 18.

2019
Vassal-Stermann, E., Hutin S., Fender, P., Burmeister, W. P.
Intermediate-resolution crystal structure of the human adenovirus B serotype 3 fibre knob in complex with the EC2-EC3 fragment of desmoglein 2.
Acta Crystallogr F Struct Biol Commun. 75, 750-757. https://doi.org/10.1107/S2053230X19015784 (2019).

Vassal-Stermann, E., Effantin, G., Zubieta, C., Burmeister, W., Iseni, F., Wang, H., Lieber, A., Schoehn, G., & Fender, P.
Cryo-EM structure of adenovirus type 3 fibre with desmoglein 2 shows a novel mode of 2 receptor engagement. Nat. Commun. 10:1181. https://doi.org/10.1038/s41467-019-09220-y. (2019).

Publications principales

2024
Burmeister, W. P., Boutin, L., Balestra, A. C., Gröger, H., Ballandras-Colas, A., Hutin, S., Kraft, C., Grimm, C., Böttcher, B., Fischer, U., Tarbouriech, N. & Iseni, F.
Structure and flexibility of the DNA polymerase holoenzyme of vaccinia virus.
Plos Path. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1011652 (2024).

2022
Hutin, SL, Ling, W.L., Tarbouriech, N., Schoehn, G., Grimm, C., Fischer, U. & Burmeister, W.P.
The Vaccinia Virus DNA Helicase Structure from Combined Single-Particle Cryo-Electron Microscopy and AlphaFold2 Prediction. Viruses 14 (10).
https://doi.org/10.3390/v14102206 (2022).

2021
Bersch, B., Tarbouriech, N., Burmeister, W.P, & Iseni, F.
Solution structure of the C-terminal domain of A20, the missing brick for the characterization of the interface between vaccinia virus DNA polymerase and its processivity factor. J. Mol. Biol., 167009. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2021.167009 (2021).

Publications

BURMEISTER Wim — 2025-01-23T10:36:00Z

Sommaire
Publications 2019-2024
Representative publications
Publications 2019-2024

2024
– Chenavier F, Zarkadas E, Freslon LL, Stelfox AJ, Schoehn G, Ruigrok RWH, Ballandras-Colas A and Crépin T (2024) Influenza A virus antiparallel helical nucleocapsid-like pseudo-atomic structure. Nucleic Acids Res : gkae1211. https://doi.org/10.1093/nar/gkae1211.
– Bessonne M, Morel J, Nevers Q, Da Costa B, Ballandras-Colas A, Chenavier F, Grange M, Roussel A, Crépin T and Delmas B (2024) Antiviral activity of intracellular nanobodies targeting the influenza virus RNA-polymerase core. PLoS Pathog, 20(6):e1011642. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1011642.
– Burmeister WP, Boutin L, Balestra AC, Gröger H, Ballandras-Colas A, Hutin S, Kraft C, Grimm C, Böttcher B, Fischer U, Tarbouriech N, Iseni F. (2024) Structure and flexibility of the DNA polymerase holoenzyme of vaccinia virus. PLoS Pathog, 20(5):e1011652. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1011652.
– Quignon E, Ferhadian D, Hache A, Vivet-Boudou V, Isel C, Printz-Schweigert A, Donchet A, Crépin T and Marquet R (2024) Structural impact of the interaction of the influenza A virus nucleoprotein with genomic RNA segments. Viruses, 16(3):421. https://doi.org/10.3390/v16030421.
2023
– Chenavier F, Estrozi LF, Teulon J-M, Zarkadas E, Freslon LL, Pellequer J-L, Ruigrok RWH, Schoehn G, Ballandras-Colas A and Crépin T (2023) Cryo-EM structure of influenza helical nucleocapsid reveals NP-NP and NP-RNA interactions as a model for the genome encapsidation. Sci Adv, 9(50):eadj9974. https://doi.org/10.1126/sciadv.adj9974.
– Camacho-Zarco A, Yu L, Krischuns T, Dedeoglu S, Maurin D, Bouvignies G, Crépin T, Ruigrok RWH, Cusack S, Naffakh N and Blackledge M (2023) Multivalent dynamic colocalization of avian influenza polymerase and nucleoprotein by intrinsically disordered ANP32A reveals the molecular basis of human adaptation. J Am Chem Soc, 145(38):20985-21001. https://doi.org/10.1021/jacs.3c06965.
– Schoehn G, Chenavier F and Crépin T (2023) Advances in Structural Virology via Cryo-EM in 2022. Viruses, 15(6), 1315 ; https://doi.org/10.3390/v15061315 (Editorial).
– Guseva S, Schnapka V, Adamski W, Maurin D, Ruigrok RWH, Salvi N and Blackledge M (2023) Liquid−liquid phase separation modifies the dynamic properties of intrinsically disordered proteins. J Am Chem Soc, 145, 10548–10563. doi : doi.org/10.1021/jacs.2c13647.
2022
– Tarbouriech N, Chenavier F, Kawasaki J, Bachiri K, Bourhis JM, Legrand P, Freslon LL, Laurent EMN, Suberbielle E, Ruigrok RWH, Tomonaga K, Gonzalez-Dunia D, Horie M, Coyaud E and Crépin T (2022) Borna disease virus 1 phosphoprotein forms a tetramer and interacts with host factors involved in DNA double-strand break repair and mRNA processing. Viruses, 14(11), 2358 ; https://doi.org/10.3390/ v14112358.
– Guillon A, Brea-Diakite D, Cezard A, Wacquiez A, Baranek T, Bourgeais J, Picou F, Vasseur V, Meyer L, Chevalier C, Auvet A, Carballido JM, Nadal Desbarats L, Dingli F, Turtoi A, Le Gouellec A, Fauvelle F, Donchet A, Crépin T, Hiemstra PS, Paget C, Loew D, Herault O, Naffakh N, Le Goffic R and Si-Tahar M (2022) Host succinate inhibits influenza virus infection through succinylation and nuclear retention of the viral nucleoprotein. EMBO J, e108306. https://doi.org/10.15252/embj.2021108306.
– Jóźwik IK, Li W, Zhang DW, Wong D, Grawenhoff J, Ballandras-Colas A, Aiyer S, Cherepanov P, Engelman AN, Lyumkis D (2022) B-to-A transition in target DNA during retroviral integration. Nucleic Acids Res, 50(15):8898-8918. https://doi.org/10.1093/nar/gkac644.
– Ballandras-Colas A, Chivukula V, Gruszka DT, Shan Z, Singh PK, Pye VE, McLean RK, Bedwell GJ, Li W, Nans A, Cook NJ, Fadel HJ, Poeschla EM, Griffiths DJ, Vargas J, Taylor IA, Lyumkis D, Yardimci H, Engelman AN, Cherepanov P (2022) Multivalent interactions essential for lentiviral integrase function. Nat Commun, 13(1):2416. https://doi.org/10.1038/s41467-022-29928-8.
– Bessa LM, Guseva S, Camacho-Zarco AR, Salvi N, Maurin D, Perez LM, Botova M, Malki A, Nanao M, Jensen MR, Ruigrok RWH and Blackledge M (2022) The intrinsically disordered SARS-CoV-2 nucleoprotein in dynamic complex with its viral partner nsp3a. Sci Adv, 8, eabm4034. https://doi.org/10.1126/ sciadv.abm4034.
– Ruigrok RWH, Drouet E, Morand P and Tarbouriech N (2022). Virus humains anciens, récents et zoonotiques : une histoire sans fin ? Virologie, 26 (3), 219-221. https://doi.org/10.1684/vir.2022.0957 (Review).
2021
– Kolakofsky D, Le Mercier P, Nishio M, Blackledge M, Crépin T and Ruigrok RWH (2021) Sendai virus and a unified model of Mononegavirus RNA synthesis. Viruses, 13(12):2466. https://doi.org/10.3390/v13122466 (Review).
– Terrier O, Si-Tahar M, Ducatez M, Chevalier C, Pizzorno A, Le Goffic R, Crépin T, Simon G and Naffakh N (2021) Influenza viruses and coronaviruses : knowns, unknowns, and common research challenges. PLoS Pathog, 17(12):e1010106. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1010106 (Review).
2020
– Donchet A, Vassal-Stermann E, Gérard FCA, Ruigrok RWH and Crépin T (2020) Differential behaviours and preferential bindings of influenza nucleoproteins on importins-α. Viruses, 12, 834. doi:10.3390/v12080834.
– Swale C, Da Costa B, Sedano L, Garzoni F, McCarthy AA, Berger I, Bieniossek C, Ruigrok RWH, Delmas B and Crépin T (2020) X-ray structure of the human karyopherin RanBP5, an essential factor for influenza polymerase nuclear trafficking. J Mol Biol, 432(10):3353-3359. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2020. 03.021.
– Guseva S, Milles S, Jensen MR, Salvi N, Kleman J-P, Maurin D, Ruigrok RWH and Blackledge M (2020) Measles virus nucleo- and phosphoproteins form liquid-like phase-separated compartments that promote nucleocapsid assembly. Sci Adv 6 : eaaz7095. https://doi.org/10.1126/sciadv.aaz7095.
– Guseva S, Milles S, Jensen MR, Schoehn G, Ruigrok RWH and Blackledge M (2020) Structure, dynamics and phase separation of measles virus RNA replication machinery. Curr Opin Virol, 41:59–67. https://doi.org/10.1016/j.coviro.2020.05.006 (Review).
2019
– Ashraf U, Tengo L, Le Corre L, Fournier G, Busca P, McCarthy AA, Rameix-Welti M-A, Gravier-Pelletier C, Ruigrok RW, Jacob Y, Vidalain P-O, Pietrancosta N, Crépin T and Naffakh N (2019) Destabilisation of the human RED-SMU1 splicing complex as a basis for host-directed anti-influenza strategy. Proc Natl Acad Sci USA, 116:10968-10977. https://doi.org/10.1073/pnas.1901214116.
– Donchet A, Oliva J, Labaronne A, Tengo L, Miloudi M, Gérard FCA, Mas C, Schoehn G, Ruigrok RW, Ducatez M and Crépin T (2019) The structure of the nucleoprotein of Influenza D shows that all Orthomyxoviridae nucleoproteins have a similar NPCORE, with or without a NPTAIL for nuclear transport. Sci Rep, 9:600. https://doi.org/10.1038/s41598-018-37306-y.
– Desfosses A, Milles S, Jensen MR, Guseva S, Colletier J-P, Maurin D, Schoehn G, Gutsche I, Ruigrok RWH and Blackledge M (2019) Assembly and cryo-EM structures of RNA-specific measles virus nucleocapsids provide mechanistic insight into paramyxoviral replication. Proc Natl Acad Sci USA 116:4256-4264. https://doi.org/10.1073/pnas.1816417116.
– Guseva S, Milles S, Blackledge M and Ruigrok RWH (2019). The nucleoprotein and phosphoprotein of measles virus. Front Microbiol : 10:1832. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.01832 (Review).

Representative publications

– Chenavier F, Zarkadas E, Freslon LL, Stelfox AJ, Schoehn G, Ruigrok RWH, Ballandras-Colas A and Crépin T (2024) Influenza A virus antiparallel helical nucleocapsid-like pseudo-atomic structure. Nucleic Acids Res : gkae1211. https://doi.org/10.1093/nar/gkae1211.
– Guseva S, Milles S, Jensen MR, Salvi N, Kleman J-P, Maurin D, Ruigrok RWH and Blackledge M (2020) Measles virus nucleo- and phosphoproteins form liquid-like phase-separated compartments that promote nucleocapsid assembly. Sci Adv 6 : eaaz7095. https://doi.org/10.1126/sciadv.aaz7095.
– Gutsche I, Desfosses A, Effantin G, Ling WL, Haupt M, Ruigrok RWH, Sachse C and Schoehn G (2015) Near-atomic cryo-EM structure of the helical Measles virus nucleocapsid. Science 348 : 704-707. https://doi.org/10.1126/science.aaa5137.
– Reich S, Guilligay D, Pflug A, Malet H, Berger I, Crépin T, Hart D, Lunardi T, Nanao M, Ruigrok RW, Cusack S (2014) Structural insight into cap-snatching and RNA synthesis by influenza polymerase. Nature 516 : 361-6. https://doi.org/10.1038/nature14009.
– Chenavas S, Estrozi LF, Slama-Schwok A, Delmas B, Di Primo C, Baudin F, Li X, Crépin T and Ruigrok RW (2013) Monomeric nucleoprotein of influenza A virus. PLoS Pathog 9 : e1003275. https://doi.org/10.1371/journal. ppat.1003275.
– Ruigrok RWH, Crépin T and Kolakofsky D (2011) Nucleoproteins and nucleocapsids of negative-strand RNA viruses. Curr Opin Microbiol 14 : 504–510. https://doi.org/10.1016/j.mib.2011.07.011 (Review).
– Jensen MR, Communie G, Ribeiro EA, Martinez N, Desfosses A, Salmon L, Jamin M, Mollica L, Gabel F, Longhi S, Ruigrok RWH and Blackledge M (2011) Intrinsic disorder in intact measles virus nucleocapsids. Proc Natl Acad Sci USA 108 : 9839-9844. https://doi.org/10.1073/pnas.1103270108.
– Dias A, Bouvier D, Crépin T, McCarthy AA, Hart DJ, Baudin F, Cusack S and Ruigrok RW (2009) The cap-snatching endonuclease of influenza virus polymerase resides in the PA subunit. Nature 458 : 914-918. https://doi.org/10.1038/nature07745.
– Albertini AAV, Wernimont AK, Muziol T, Ravelli RBG, Clapier CR, Schoehn G, Weissenhorn W and Ruigrok RWH (2006) Crystal structure of the rabies virus nucleoprotein-RNA complex. Science 313 : 357-360. https://doi.org/10.1126/science.1125280.
– Tarbouriech N, Curran J, Ruigrok RWH and Burmeister WP (2000). Tetrameric coiled coil domain of Sendai virus phosphoprotein. Nat Struct Biol 7 : 777-781. https://doi.org/10.1038/79013.
– Klumpp K, Ruigrok RWH and Baudin F (1997) Roles of the influenza virus polymerase and nucleoprotein in forming a functional RNP structure. EMBO J 16 : 1248-1257. https://doi.org/10.1093/emboj/16.6.1248.
– Burmeister WP, Ruigrok RWH and Cusack S (1992) The 2.2 Å resolution crystal structure of influenza B neuraminidase and its complex with sialic acid. EMBO J 11 : 49-56. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1992.tb05026.x.

Anciens membres

BURMEISTER Wim — 2025-01-20T16:00:55Z

Florian Chenavier, M2 et doctorat (Soutenance en 2024)
Emmi Mikkola, doctorat
Amélie Donchet, M2 et doctorat (Soutenance en 2021)
Serafima Guseva, doctorat (Soutenance en 2021)
Thi Thanh Mai Duong, M2
Sabrina Merrouche, M2
Alice Labaronne, doctorat (Soutenance en 2017)
Christopher Swale, M2 et doctorat (Soutenance en 2015)
Laura Tengo, ingénieure CNRS
Myriam Miloudi, M2
Delphine Guilligay, ingénieure d'études CNRS
Irina Gutsche, chargée de recherche CNRS
Marc Jamin, professeur UJF
Guy Schoehn, chargé de recherche CNRS
Frank Thomas, maître de conférence UJF/UGA
Alexandre Monod, M2 et doctorat (Soutenance en 2014)
Sylvie Chenavas, PostDoc
Guillaume Communie, doctorat (Soutenance en 2013)
Ambroise Desfosses, M2 et doctorat (Soutenance en 2012)
Ivan Ivanov, doctorat (Soutenance en 2011)
Manuel Blanc, M2
Denis Bouvier, PostDoc
Alexandre Dias, M2 et doctorat (Soutenance en 2010)
Majida El Bakkouri, M2 et doctorat (Soutenance en 2008)
Céline Fabry, M2 et doctorat (Soutenance en 2008)
Francine Gérard, M2 et doctorat (Soutenance en 2008)
Florence Baudin, chargée de recherche CNRS
Sebastien Boulo, doctorat (Soutenance en 2008)
Antoine Maillard, PostDoc
Aurélie Albertini, M2 et doctorat (Soutenance en 2006)
Marlyse Buisson, ingénieure CHU/UJF
Inmaculada Garcia-Robles, PostDoc
Monique Perrissin, technicienne UJF
Sarah Solinet, M2
Isabelle Petit, technicienne UJF

Virus Influenza - structure de la RiboNucléoProtéine

BURMEISTER Wim — 2025-01-20T14:27:27Z

Le génome du virus influenza est composé de plusieurs molécules d'ARN encapsidées formant des complexes ribonucléoprotéiques (RNPs). Chaque RNP est composée d'un segment d'ARN viral, recouvert de multiples copies de la nucléoprotéine (NP) et avec une ARN polymérase ARN-dépendante (RdRp) interagissant spécifiquement avec les extrémités 5' et 3' conservées de l'ARN. Chaque RNP constitue une unité fonctionnelle indépendante capable de transcrire et répliquer le segment d'ARN viral dans le noyau de la cellule infectée. L'équipe a participé à l'épopée pour décortiquer la structure de l'ARN polymérase virale et elle s'est attelée à percer le secret de l'organisation hélicoïdale faite de deux brins antiparallèles de la nucléocapside.

Les constituants de la RiboNucléoProtéine du virus influenza. (gauche) les principaux domaines de l'ARN polymérase sur lesquels l'équipe a travaillé. (droite) Particule hélicoïdale formée de deux brins antiparallèles, reconstituée in vitro à partir de nucléoprotéine monomérique et d‘ARN synthétique. T. Crépin.

La direction actuellement suivie par l'équipe vise à combiner l'ensemble des constituants pour reconstituer la RNP.